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SYTO 9活細菌/死細菌雙染試劑盒產品簡介：

SYTO 9活細菌/死細菌雙染試劑盒是一款方便且操作簡單的試劑盒，利用SYTO 9綠色核酸染料和碘化丙啶（PI）紅色熒光核酸染料來進行細菌活力的檢測，適用于大量的細菌種屬，包括蠟樣芽孢桿菌、枯草芽孢桿菌、產氣莢膜桿菌、大腸桿菌、肺炎克雷伯氏菌、草分枝桿菌、綠膿桿菌、Staphylococcus aureus、奧拉尼堡沙門氏菌、宋內志賀氏菌和化膿性鏈球菌。

SYTO 9活細菌/死細菌雙染試劑盒的工作原理在于：SYTO 9和PI的光譜特征以及穿透健康細菌細胞的能力不同。單獨使用時，SYTO 9能對群體內的所有細菌進行標記—具有完整膜和受損膜的細菌；相反，PI只能滲透進入受損的膜，PI的插入會引起SYTO 9染色熒光的降低，當體系內加入兩種染料時。因此，通過適量比例的SYTO 9和PI的混合染色，具有完整膜結構的細菌呈綠色熒光，而具受損膜結構的細菌呈紅色熒光。兩者染料的最大激發(fā)和發(fā)射波長分別是480/500nm（SYTO 9）和 490/635nm（PI）。背景基本無熒光。本試劑盒兼容于熒光顯微鏡，熒光光度計、熒光酶標儀、流式細胞儀或其它熒光檢測儀器。

產品組成：

【注】組分C熒光顯微鏡檢測方法中才會應用的到，具體用法見注意事項3)。

試劑盒規(guī)格說明（按照建議的試劑稀釋倍數和單次測試體積來計算）：保存與運輸方法:-20℃避光保存，有效期一年。 冰袋運輸。

熒光顯微鏡檢測：1ml菌液加入3μl染料混合液（SYTO 1.5μl +PI 1.5μl），可做40次獨立測試。

熒光酶標儀檢測：2ml無菌水加入12μl染料混合液（SYTO 6.0μl +PI 6.0μl），制備成2×工作液。按照100μl染料混合液加入100μl菌液的比例使用，可做200次獨立測試。

流式細胞儀檢測：2ml菌液加入6μl染料混合液（SYTO 3.0μl +PI 3.0μl），可做20次獨立測試。

使用方法(以下步驟僅用作示例以指導科研人員開展自身細菌樣本的染色。)

一、培養(yǎng)條件和細菌懸液的制備：

【注意】：用本試劑盒進行細菌染色，務必要小心去除培養(yǎng)基殘留，因為，核酸和其它培養(yǎng)基成分可能以不可預料的方式與SYTO 9和PI結合，導致染色結果發(fā)生不可接受的變動。簡單的一次清洗步驟通常足以去除培養(yǎng)基內含的培養(yǎng)基成分干擾物殘留。不建議使用磷酸鹽清洗緩沖液，因此可能降低染色效率。

1.1 用營養(yǎng)肉湯培養(yǎng)大腸桿菌或Staphylococcus aureus（30ml）使其生長至對數生長后期。

1.2 于10000×g離心10-15min，濃縮25ml細菌培養(yǎng)物。

1.3 吸走上清液，用2ml 0.85% NaCl或適當緩沖液來重懸沉淀。

1.4 取1ml重懸菌液分別加入含20ml 0.85% NaCl或適當緩沖液的30-40ml離心管（設置為活細菌組），用含20ml 70%異丙醇（也可以用其他方法比如高熱處理殺死細菌）的30-40ml離心管（設置為死細菌組）。

1.5 兩管樣品（分別為活細菌組和死細菌組）于室溫孵育1h，每隔15min顛倒混勻一次。

1.6 兩管樣品（分別為活細菌組和死細菌組）于10000×g離心10-15min。

1.7 用20ml 0.85% NaCl或適當緩沖液重懸沉淀，并且按照步驟1.6再離心一次。

1.8 分別用10ml 0.85% NaCl或適當緩沖液重懸兩管樣品。

1.9 分別取3ml菌液測定670nm的光密度（OD670），用玻璃或丙烯酸酯比色皿（1cm路徑）。

1.10 對于大腸桿菌或Staphylococcus aureus的建議染色濃度，根據你的儀器類型（熒光顯微鏡、熒光光度經、熒光酶標儀）或流式細胞儀來參考相應部分的染色條件。

二、染色條件的優(yōu)化：

試劑盒內的兩種染料都經過平衡優(yōu)化，按照1：1的比例進行混合用于絕大多數的樣本都能得到良好的區(qū)分活/死細菌。偶然情況下，兩種染料的混合比例需根據實際需求進行優(yōu)化調整。比如：在待檢樣本中，綠色熒光太突出，建議要么降低SYTO 9濃度，要么提高PI濃度。

為了全面優(yōu)化染色條件，建議測試梯度濃度的SYTO 9，每一種濃度與梯度濃度的PI進行組合染色。建議按照1ml細菌懸液加入3µl不同混合比率的染料預混液。

[注]：SYTO 9 +PI 對細菌的染色請按照說明書建議的15min來操作，不要超過30min。 SYTO 9有很好的細菌滲透性，我們給的實驗條件都是優(yōu)化過。 SYTO 9只有在哺乳動物細胞染色，可能會延長染色時間到120min。

由于染的是活菌+死菌的比例，請染色后盡快觀察，不要超過1h。 另，染色后基本是不用清洗的，除非覺得背景熒光很高，就是非細菌的菌體部分都能看到熒光，才有必要簡單清洗一次。

三、熒光顯微鏡操作步驟：

活菌和死菌的熒光可能用標準的熒光素長通濾片設置來同時觀察。替代方案的話，活菌（綠色熒光）和死菌（紅色熒光）可分別用熒光素和Texas Red帶通濾光片設置。用于本試劑盒檢測的建議熒光顯微鏡濾片設置見表1。

表1 適用于本試劑盒檢測用的常見濾光片特征：

3.1 在微量離心管內組合等量的組分A（SYTO 9）和組分B（PI），混勻。

3.2 每1ml細菌懸液內加入3μl染料預混液。按照建議的稀釋倍數，最終得到的染色工作液內含0.3% DMSO。更高濃度的DMSO可能對染色產生副效果。

3.3 混勻后室溫避光孵育15min。

3.4 吸5μl染色的細菌懸液到載玻片上，并蓋上18mm方形蓋玻片。

3.5 根據表1選擇熒光顯微鏡上合適的濾片來觀察。

四、熒光光度計操作步驟：

4.1 調整大腸桿菌懸液（活和殺死）使其密度為1×108個細菌/ml（~0.03 OD670）或Staphylococcus aureus懸液（活和殺死）使其密度為1×107個細菌/ml（~0.15 OD670）。用于熒光光度計檢測，Staphylococcus aureus懸液的濃度通常比大腸桿菌少10倍。

4.2 參考表2在1cm 玻璃、丙烯酸酯或石英熒光比色皿混勻五種不同比例的細菌懸液。每個樣本的總體積為3ml。

4.3 在微量離心管內分別加30μl組分A（SYTO 9）和30μl組分B（PI），混勻。

4.4 每組不同比例的細菌懸液內加入9μl染料預混液（5個樣本×9μl =45μl總量），用槍上下吹打數次使其混勻。

4.5 室溫避光孵育15min。

4.6 熒光測定和數據分析：

①用熒光光度計測定每組細菌懸液（Fcell）的熒光發(fā)射光譜（激發(fā)：470nm，發(fā)射：490-700nm）

②分別測定發(fā)射光譜在510-540nm（em1，綠色）和620-650nm（em2，紅色）的累積熒光，并計算累積熒光比值：RatioG/R=Fcell,em1/Fcell,em2

③以大腸桿菌懸液內活細胞的占比為橫坐標，以累積綠色熒光與紅色熒光比（RatioG/R）為縱坐標，制圖

五、熒光酶標儀操作步驟：

針對細菌懸液，用熒光酶標儀的測定條件與熒光光度計的基本類似。如同熒光光度計的檢測步驟，染料濃度相同于熒光顯微鏡的建議濃度，綠/紅熒光比與活細菌相對數量呈正比。

5.1 調整大腸桿菌懸液（活和殺死）使其密度為2×108個細菌/ml（~0.06 OD670）或Staphylococcus aureus懸液（活和殺死）使其密度為2×107個細菌/ml（~0.3 OD670）。用于熒光酶標儀檢測，Staphylococcus aureus懸液的濃度通常比大腸桿菌少10倍。

5.2 參考表3在16×125mm高硼硅玻璃培養(yǎng)管內混勻五種不同比例的細菌懸液（大腸桿菌或Staphylococcus aureus）。每個樣本的總體積為2ml。

5.3 在微量離心管內分別加6μl組分A（SYTO 9）和6μl組分B（PI），混勻。

5.4 通過將所有的12μl上述預混液加入2ml無菌的dH2O，混勻后制備2×染色混合液。

5.5 吸100μl細菌懸液混合物到平底96孔板的各孔內，建議每個制備物做三個平行。96孔板的邊緣孔通常空置以避免假讀數。

5.6 更換新的槍頭，每孔加入100μl 2×染色混合液，上下吹打使充分混勻。

5.7 室溫避光孵育15min。

5.8 熒光測定和數據分析：

①以~485nm為激發(fā)波長，~530nm為發(fā)射波長（emission 1，綠色）來測定每孔熒光

②以~485nm為激發(fā)波長，~630nm為發(fā)射波長（emission 2，紅色）來測定每孔熒光

③通過測定兩種發(fā)射波長下的熒光強光，并計算熒光比值：RatioG/R=Fcell,em1/Fcell,em2

④以大腸桿菌懸液內活細胞的占比為橫坐標，以RatioG/R為縱坐標，制圖

六、流式細胞儀操作步驟：

儀器的檢測配置可能要因實際情況來調整，但此處列出的檢測技術和設置參數適用于市場上絕大多數流式細胞儀。

6.1 調整大腸桿菌懸液（活和殺死）使其密度為1×108個細菌/ml（~0.03 OD670），之后用無菌dH2O稀釋100倍使其最終密度為1×106個細菌/ml。

6.2 參考表4在16×125mm高硼硅玻璃培養(yǎng)管內混11種不同比例的細菌懸液。每個樣本的總體積為2ml。

注意事項：

1由于試劑盒內SYTO 9和PI的組分量少，室溫回溫充分融化后，務必低速離心沉至管底后再開蓋。

2兩款探針溶液本身就是溶于DMSO中，所以后續(xù)無需再單獨添加，第一次使用可將SYTO 9和PI根據單次用量分裝保存，密封后置于≤-20℃避光保存。

3組分C（Mounting oil）主要應用于熒光顯微鏡檢測法，菌液加到載玻片后，接著滴1-2滴組分C用于將細菌固定在膜上,25℃的折射率是517 ± 0.003。不要用作浸油（Immersion oil）。

4SYTO 9和PI結合核酸，PI是潛在的誘變劑，目前沒有數據闡明SYTO 9的誘變性或毒性，兩種試劑使用都需做恰當防護。DMSO能促進有機分子進入組織。強烈建議處理DMSO儲存液時戴雙層手套。對于核酸染料，含此類染料的試劑經活性炭吸附后再進行廢液處理?；钚蕴恐蠼浄贌齺砥茐娜玖?。

5為了您的安全和健康，請穿實驗服并戴一次性手套操作。